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Notre équipe étudie le rôle du cytosquelette bactérien d'actine (MreB) dans différents processus cellulaires fondamentaux, notamment la biogenèse de la paroi cellulaire, mais aussi la division cellulaire, la compétence, l’infection virale, la sécrétion, etc. En particulier, nos activités de recherche se concentrent sur la description et la compréhension des mécanismes moléculaires et les machineries impliquées dans ces différents processus pour établir un réseau complexe d'interactions moléculaires au niveau cellulaire. Pour mener à bien ces investigations et comprendre comment ces mécanismes sont contrôlés spatialement et temporellement, nous nous appuyons sur des approches multidisciplinaires, depuis la génétique, la génomique, la biochimie, la modélisation mathématique et la microscopie (en particulier des techniques d'imagerie de fluorescence conventionnelle et super-résolue).
L’application de la microscopie de fluorescence pour la microbiologie fait face à deux contraintes majeures : (i) les faibles dimensions des cellules par rapport à la limite de résolution spatiale imposée par la diffraction optique (~ 4 à 10 fois plus grand) et (ii) les quantités limitées de molécules fluorescentes dans les cellules (photo-blanchiment rapide). L’application des techniques avancées de microscopie à fluorescence (TIRFM, SIM, PALM, SMT) permet d’améliorer la résolution spatiale et rend possible l’étude des processus cellulaires et moléculaires chez les cellules bactériennes. Dans le cadre de mes activités de recherche, je mène les développements spécifiques à ces différentes modalités d’imagerie (préparation d'échantillon, conditions d'acquisition) en collaboration avec Arnaud Chastanet. En parallèle, je conçois des logiciels d’analyses automatiques d’images de microscopie et de données. Plus généralement, j'assure la veille technologique sur ces nouvelles modalités d'imagerie pour identifier celles qui peuvent répondre à nos questions biologiques.
Plus récemment, j'ai initié un nouveau projet de recherche visant à caractériser l’organisation spatio-temporelle des microdomaines membranaires et à déterminer leurs impacts dans la biosynthèse de la paroi cellulaire dans les bactéries B. subtilis et E. coli. L'étude de la dynamique moléculaire repose sur deux méthodes complémentaires, la spectroscopie à corrélation de fluorescence (FCS) et le recouvrement de fluourescence après photoblanchiement (FRAP).

[24] Juillot D, Cornilleau C, Deboosere N, Billaudeau C, Evouna-Mengue P, Lejard V, Brodin P, Carballido-López R, Chastanet A. A High-Content Microscopy Screening Identifies New Genes Involved in Cell Width Control in Bacillus subtilis. mSystems. 2021 Nov 30;6(6):e0101721. doi: 10.1128/mSystems.01017-21.

[23] Labarde A, Jakutyte L, Billaudeau C, Fauler B, López-Sanz M, Ponien P, Jacquet E, Mielke T, Ayora S, Carballido-López R, Tavares P. 
Temporal compartmentalization of viral infection in bacterial cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 2021 Jul 13;118(28):e2018297118. doi: 10.1073/pnas.2018297118.

[22] Hamouche L, Billaudeau C, Rocca A, Chastanet A, Ngo S, Laalami S, Putzer H.
Dynamic Membrane Localization of RNase Y in Bacillus subtilis. mBio. 2020 Feb 18;11(1):e03337-19. doi: 10.1128/mBio.03337-19.

[21] Billaudeau C, Chastanet A, Carballido-López R.
Processing TIRF Microscopy Images to Characterize the Dynamics and Morphology of Bacterial Actin-Like Assemblies. Methods Mol Biol. 2020 Jan; 2101:135-145. doi: 10.1007/978-1-0716-0219-5_9.

[20] Cornilleau C, Chastanet A, Billaudeau C, Carballido-López R.
Methods for Studying Membrane-Associated Bacterial Cytoskeleton Proteins In Vivo by TIRF Microscopy. Methods Mol Biol. 2020 Jan; 2101:123-133. doi: 10.1007/978-1-0716-0219-5_8.

[19] Billaudeau C, Yao Z, Cornilleau C, Carballido-Lopez R, Chastanet A.
MreB Forms Subdiffraction Nanofilaments during Active Growth in Bacillus subtilis. MBio. 2019 Jan 29; doi: 10.1128/mBio.01879-18.

[18] Xia F, Qian CR, Xun Z, Hamon Y, Sartre AM, Formisano A, Mailfert S, Phelipot MC, Billaudeau C, Jaeger S, Nunès JA, Guo XJ, He HT.
TCR and CD28 Concomitant Stimulation Elicits a Distinctive Calcium Response in Naive T Cells. Front Immunol. 2018 Dec 4;9:2864. doi: 10.3389/fimmu.2018.02864. eCollection 2018.

[17] Chouaki-Benmansour N, Ruminski K, Sartre AM, Phelipot MC, Salles A, Bergot E, Wu A, Chicanne G, Fallet M, Brustlein S, Billaudeau C, Formisano A, Mailfert S, Payrastre B, Marguet D, Brasselet S, Hamon Y, He HT.
Phosphoinositides regulate the TCR/CD3 complex membrane dynamics and activation, Sci Rep., vol 8, pp. 4966, Mar 21 (2018)

[16] Billaudeau C*, Chastanet A*, Yao Z*, Cornilleau C, Mirouze N, Fromion V, Carballido-López R.
Contrasting mechanisms of growth in two model rod-shaped bacteria., Nature Communications, vol 8, pp. 15370, Jun 7. (2017)

[15] Frick M, Mouchacca P, Verdeil G, Hamon Y, Billaudeau C, Buferne M, Fallet M, Auphan-Anezin N, Schmitt-Verhulst AM, Boyer C.
Distinct patterns of cytolytic T-cell activation by different tumour cells revealed by Ca2+ signalling and granule mobilization, Immunology, vol 150, pp. 199 (2017)

[14] Guidi M, Ruault M, Marbouty M, Loïodice I, Cournac A, Billaudeau C, Hocher A, Mozziconacci J, Koszul R & Taddei A
Spatial reorganization of telomeres in long-lived quiescent cells, Genome Biology, vol. 16, pp. 206 (2015)

[13] Salles A*, Billaudeau C*, Sergé A, Bernard A-M, Phelipot M, Bertaux N, Fallet M, Grenot P, Marguet D, Hé H-T & Hamon Y
Barcoding T Cell Calcium Response Diversity with Methods for Automated and Accurate Analysis of Cell Signals, PloS Computational Biology, 9, e1003245 (2013)

[12] Billaudeau C, Mailfert S, Trombik T, Bertaux N, Rouger V, Hamon Y, He H-T & Marguet D
Probing the plasma membrane organization in living cells by spot variation fluorescence correlation spectroscopy, in "Fluorescence Fluctuation Spectroscopy" edited by Tetin S © 2013 Methods in Enzymology, vol 519, pp. 277 (2013)

[11] Rouger V, Billaudeau C, Mailfert S, Trombik T, Hamon Y, He H-T, Marguet D
Chapter "Deciphering the cell membrane organization by fluorescence correlation spectroscopy at different length scales", in "Properties and Functions of Biological Membranes Investigated by Fluorescence Methods” edited by Mely Y & Duportail G © 2012 Springer Series of Fluorescence, vol 13, pp. 271 (2013)

[10] Rouger V, Bertaux N, Trombik T, Mailfert S, Billaudeau C, Marguet D, Sergé A
Mapping Molecular Diffusion in the Plasma Membrane by Multiple-Target Tracing, Journal of Visualized Experiments, vol. 63, e3599 (2012)

[9] Brustlein S, Ferrand P, Walther N, Brasselet S, Rigneault H, Billaudeau C & Marguet D
Optical parametric oscillator-based light source for coherent Raman scattering microscopy: practical overview, Journal of Biomedical Optics, vol. 16, pp. 021106 (2011)

[8] Brustlein S, Berto P, Hostein R, Ferrand P, Billaudeau C, Marguet D, Muir A, Knight J & Rigneault R
Double-clad hollow core photonic crystal fiber for coherent Raman endoscope, Optics Express, vol. 19, pp. 12562-12568 (2011)

[7] Billaudeau C, Collin S, Pardo F, Bardou N & Pelouard J-L
Tailoring radiative and non-radiative losses of thin nanostructured plasmonic waveguides, Optics Express, 17, 3490 (2009)

[6] Collin S, Sauvan C, Billaudeau C, Pardo F, Rodier JC, Pelouard J-L & Lalanne P
Surface modes on nanostructured metallic surfaces, Physical Review B, vol. 79, pp. 165405 (2009)

[5] Billaudeau C, Collin S, Pardo F, Bardou N & Pelouard J-L
Towards tunable light propagation and emission in thin nanostructured plasmonic waveguides, Applied Physics Letters, 92, 041111 (2008)

[4] Sauvan C, Billaudeau C, Collin S, Bardou N, Pardo F, Pelouard J-L & Lalanne P
Surface plasmon coupling on metallic film perforated by two-dimensional rectangular hole array, Applied Physics Letters, 92, 011125 (2008)

[3] Billaudeau C, Collin S, Sauvan C, Bardou N, Pardo F & J-L. Pelouard
Angle-resolved transmission measurements through anisotropic 2D plasmonic crystals, Optics Letters, 33, 165 (2008)

[2] Vincent G, Billaudeau C, Collin S, Haïdar R, Madouri A, Chouteau D, Laroche M, Guérineau N, Pardo F & Pelouard J-L
Drilled dielectric membranes for highly resonant filtering in the infrared, Proc. of SPIE, vol. 6591, pp. 659107 (2007)

[1] Chaumet P & Billaudeau C
Coupled dipole method to compute optical torque: application to a micropropeller, Journal of Applied Physics, vol. 101, pp. 023106 (2007)

2004-2007 | Doctorat en nanophotonique, Université Paris-Sud 11, Orsay, France. Thèse intitulée "Guidage optique dans les cristaux plasmoniques 1D et 2D"
2003-2004 | DEA "Optique, Image et Signal", École Nationale Supérieure de Physique de Marseille (ENSPM, Université Aix-Marseille III).          
2001-2004 | École d'ingénieur en physique, ENSPM.

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Après une formation d'ingénieur en physique (École Nationale Supérieure de Physique de Marseille), j'ai obtenu un doctorat de physique de l'université Paris Sud 11 suite à mes travaux de thèse effectués au laboratoire de Photonique et de Nanostructures, portant sur le contrôle des pertes optiques lors de la propagation de la lumière dans les guides plasmoniques 1D et 2D.
Par la suite, j'ai poursuivi mes activités de recherche au Centre d'Immunologie de Marseille-Luminy dans une équipe composée de biologistes et de physiciens s'intéressant à la caractérisation de l'organisation moléculaire de la membrane plasmique et son rôle dans la régulation dans certaines voies de signalisation en immunologie ou en cancérologie. Pendant ces 5 années de postdoctorat, je me suis impliqué dans 3 projets: a) l'exploration de méthodes non invasives pour le diagnostic optique du mélanome humain par microscopie Raman et imagerie de phase quantitative, b) l'étude de l'organisation moléculaire de la membrane plasmique par imagerie super-résolue STORM et la description du mécanisme d'échange moléculaire de protéines cytoplasmiques avec la membrane plasmique par la technique de spectroscopie de corrélation de fluorescence (FCS) et c) la réalisation d'un logiciel de détection automatique de cellules et de caractérisation de flux calcique cytoplasmique.
Enfin, j'ai travaillé pendant 18 mois dans la plate-forme d'imagerie de l'Institut Curie pour développer des outils d'analyse d'images de microscopie de fluorescence autour de thématique portant sur l'étude de la dynamique nucléaire.
Depuis le 1er décembre 2014, j'ai intégré l'Institut Micalis en tant qu'ingénieur de recherche dans l'équipe ProCeD, dirigée par Rut Carballido-Lopez, et j'apporterai mes compétences en optique et en analyse d'image afin d'optimiser les systèmes de microscopie à haute résolution (SIM, PALM/STORM, TIRF, ...) et de développer des outils d'analyse d'image (p.ex: segmentation, suivi/distribution de particules, reconnaissance de formes ...).